3D-биопечать in situ с использованием биобетонных биочернил

Новости

ДомДом / Новости / 3D-биопечать in situ с использованием биобетонных биочернил

Oct 27, 2023

3D-биопечать in situ с использованием биобетонных биочернил

Том «Природные коммуникации»

Nature Communications, том 13, номер статьи: 3597 (2022) Цитировать эту статью

9906 Доступов

23 цитаты

15 Альтметрика

Подробности о метриках

Биопечать in-situ привлекательна тем, что терапевтические биочернила непосредственно наносятся на поврежденные органы для их восстановления, особенно для таких профессий, как солдаты, спортсмены и водители, которые могут получить травмы в чрезвычайной ситуации. Однако традиционные биочернила демонстрируют очевидные ограничения в сложных условиях эксплуатации. Здесь мы разрабатываем биобетонные биочернила с электрораспыленными клеточными микрогелями в качестве заполнителя и раствором предшественника желатин-метакрилоила (GelMA) в качестве цемента. Многообещающие возможности печати гарантированы в широком диапазоне температур благодаря надежным реологическим свойствам фотосшитого агрегата микрогеля и текучести цемента GelMA. Компоненты композита одновременно самоадаптируются к биосовместимости и механическому микроокружению различных тканей. Прочное связывание на границе раздела ткань-гидрогель достигается за счет водородных связей и трения при фотосшивке цемента. Эти биочернила обладают хорошей портативностью и могут быть легко приготовлены в случае неотложных происшествий. Между тем, микрогели можно культивировать в мини-тканях, а затем смешивать в виде агрегатов биочернил, что указывает на то, что наш биобетон можно функционализировать быстрее, чем обычные биочернила. Результаты восстановления черепных дефектов подтверждают превосходство этих биочернил и их потенциал в клинических условиях, необходимых при лечении на месте.

В качестве нового метода лечения дефектов органов «биопринтинг in-situ»1 первоначально был предложен Кэмпбеллом2. привлекал внимание в клинике. Короче говоря, терапевтические биочернила наносятся непосредственно на раны пациентов с помощью хирургических биопринтеров по траекториям в соответствии с их трехмерной морфологией3. В настоящее время в основном используются аналогичные методы биопечати in vitro и применяются при лечении кожи, хрящей и костей4. По сравнению с имплантацией органов на основе 3D-биопечати in vitro, она имеет больше преимуществ благодаря функции осаждения in-situ (дополнительное примечание 1).

Однако биопечать in-situ находится в зачаточном состоянии и ее клиническое применение ограничено. Помимо отсутствия надежных биопринтеров4, одна из основных причин заключается в том, что существует меньше подходящих биочернил, отвечающих особым требованиям. В существующих соответствующих исследованиях применяемые биочернила в основном аналогичны тем, что используются при биопечати in vitro, а именно раствору-прекурсору, который не является многообещающим выбором для биопечати in-situ. (i) В большинстве случаев биопечати in-situ нет условий для строгого контроля реологических свойств биочернил, особенно термочувствительных биочернил. (ii) В отличие от приемных подвалов с чистой поверхностью и контролируемой температурой на биопринтерах in vitro, биопечать in-situ имеет специальный приемный подвал, а именно раны пациента с постоянной температурой (37 °C) и кровью, которая может разрушить отпечатанный материал. структуру до сшивания. (iii) Сшитые биочернила должны обладать низким механическим модулем, чтобы инкапсулированные клетки могли выполнять терапевтические функции. (iv) Конструкции должны иметь высокие механические свойства, соответствующие дефекту, защищающие себя от повреждений при ремонте, что, однако, приводит к огромному противоречию требованию (iii). Создание композитных структур, то есть печать прочных каркасов с последующей заливкой мягкого гидрогеля, стало эффективным решением5,6,7,8. Однако такой сложный процесс печати не может быть реализован при биопечати in-situ. (v) Сильная связывающая сила должна быть сформирована на границе раздела структур с напечатанными дефектами. (vi) Биоинклы in-situ должны быть портативными и легко подготавливаемыми для таких профессий, как солдаты, спортсмены и водители, которые могут получить травмы в чрезвычайной ситуации.

Микрогели стали популярными структурами для биопечати в клеточной терапии9, контролируемом высвобождении лекарств10, моделировании заболеваний11 и т. д., и было предложено множество методов изготовления12,13,14,15,16. Недавно, помимо независимой функциональной единицы, в обзоре микрогелей, опубликованном в журнале Nature Reviews Burdick et al. 17 в 2020 году прогнозируется широкое применение «вторичной биопечати»18,19,20,21 микрогелей в качестве компонента биочернил в будущем. В последней работе Alge et al. 22, опубликованных в журнале Science Advances в 2021 году, было представлено углубленное исследование процесса диссипации микрогелей во время печати. Ван и др. 9 инъецировали альгинатные микрогели для устранения дефекта органов крыс. Бердик и др. 23,24 экструдировали собранные микрогели для создания специфических трехмерных структур. Все исследования выиграли не только от многообещающей биосовместимости микрогелей, но и от их уникальных реологических свойств, подобных жидкости Бингема25,26,27, которая при дальнейшем повышении напряжения проявляется как эластомер, но течет как жидкость Ньютона. Таким образом, биочернила на основе микрогеля могут быть в дальнейшем разработаны как совершенно новые биочернила для клинической биопечати in-situ, отвечающие сложным требованиям.

 99.9%) and lithium phenyl-2, 4, 6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP, 0.5% (w/v), purity > 99.8%) in phosphate buffered saline (PBS). The solution was filtered through a 0.22-μm filter. An electric field was formed with the metal nozzle (30 G) and metal ring. The flow rate of the electrospraying ink was set as 50 μL/min and driven by an injection pump. The voltage was set as 2.86 kV. The environment temperature was set as 30 °C to ensure the suitable fluidity of the electrospraying ink. The electrosprayed microdroplets were received by a Petri dish filled with silicon oil and crosslinked by 405-nm blue light. The crosslinked GelMA microgels were transferred to a centrifugal tube and centrifugated at 128.57×g for 5 min (3 times) to remove the silicon oil. The microgels were stored in PBS. For the BMSC-laden GelMA microgels, BMSCs were mixed in the electrospraying ink at a cell density of 5 × 105 cells/ml. The prepared BMSC-laden GelMA microgels were cultured in DMEM/F-12 complete medium supplemented with 10% (v/v) fetal bovine serum (FBS) at 37 °C and 5% CO2./p> 99.9%) and lithium phenyl-2, 4, 6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP, 0.5% (w/v)) in phosphate buffered saline (PBS). The solution was filtered through a 0.22-μm filter./p>